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Journal of Tropical Oceanography >

2024 , Vol. 43 >Issue 3: 40 - 48

DOI: https://doi.org/10.11978/2022182

Marine Biology

Effects of ocean acidification on the calcification and gene expression in coral Acropora hyacinthus*

  • YUAN Xiangcheng , 1, 2, 3, 4, 5 ,
  • LIANG Yuxian 1, 2, 3, 6 ,
  • SONG Yan 1, 2, 3, 6 ,
  • YU Xiaolei 1, 2, 3, 6 ,
  • HUANG Hui 1, 2, 3, 4, 5 ,
  • ZHOU Weihua , 1, 2, 3, 4, 5
Expand
  • 1. CAS Key Laboratory of Tropical Marine Bio-resources and Ecology, Guangdong Provincial Key Laboratory of Applied Marine Biology, South China Sea Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Guangzhou 510301, China
  • 2. CAS-HKUST Sanya Joint Laboratory of Marine Science Research, Key Laboratory of Tropical Marine Biotechnology of Hainan Province, Sanya Marine Ecological Environment Engineering Research Institute, Sanya 572000, China
  • 3. Sanya Institute of Marine Ecological Environment Engineering, Tropical Marine Biological Research Station in Hainan, Chinese Academy of Sciences, Sanya 572000, China
  • 4. South China Sea Ecological Environment Engineering Innovation Research Institute, Chinese Academy of Sciences, Guangzhou 510301, China
  • 5. Guangdong Provincial Laboratory of Southern Marine Science and Engineering (Guangzhou), Guangzhou 511458, China
  • 6. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China
YUAN Xiangcheng, email: ;
ZHOU Weihua, email:

Copy editor: LIN Qiang

Received date: 2022-08-23

  Revised date: 2022-12-22

  Online published: 2022-12-15

Supported by

National Key Research and Development Program of China(2021YFF0502800)

Fold

Abstract

We studied the responses of coral Acropora hyacinthus to the increase of CO2, with a simulated experiment in which corals were cultured in natural seawater as the control group with pCO2 of 565 μatm and in high CO2 treatment with pCO2 of 1135 μatm. The effects of seawater acidification on the calcification and gene expression were investigated. The results showed that under acidification stress, the calcification rate of A. hyacinthus significantly decreased, and the gene expression was greatly affected. As the pathways of organic matter transport, anion transport, chemical stress were up-regulated, and animal organ development, lipid transport, cell biosynthesis, cell surface receptor signal and other pathways were down-regulated. Among the calcification related genes, carbonic anhydrase was down-regulated, and Ca2+-ATPase and calcium ion transport related genes were up-regulated. This experiment showed that high CO2 significantly affected the calcification and gene expression of A. hyacinthus, in which the decrease of calcification was mainly due to the down-regulation of carbonic anhydrase resulting in the decrease of $\mathrm{HCO}_{3}^{-}$.

Key words： seawater acidification; Acropora hyacinthus; gene expression; calcification

Cite this article

YUAN Xiangcheng , LIANG Yuxian , SONG Yan , YU Xiaolei , HUANG Hui , ZHOU Weihua . Effects of ocean acidification on the calcification and gene expression in coral Acropora hyacinthus*[J]. Journal of Tropical Oceanography, 2024 , 43(3) : 40 -48 . DOI: 10.11978/2022182

珊瑚礁生态系统具有重要的生态功能(如抗浪防灾), 是海洋生物繁殖、捕食和躲避敌害的场所, 也是海洋旅游和渔业的重要场所(邹仁林, 2001)。气候环境的变化可对造礁石珊瑚产生巨大的影响。全球气候变化显著, 大气中二氧化碳浓度在近十几年以来急剧升高, 导致海洋酸化日趋严重, 引起造礁石珊瑚钙化速率下降, 并进一步导致珊瑚礁退化(Lionett et al, 2006; Monserrat et al, 2007)。海洋酸化是因为大气中过量的二氧化碳进入海洋, 而逐渐导致海水pH下降的现象。海水pH下降, 改变了海水碳酸盐体系中不同碳酸盐参数之间的化学平衡, 使$\mathrm{CO}_{3}^{2-}$浓度减少, 导致钙化生物, 尤其是珊瑚的钙化速率减少(郭亚娟 等, 2018; Hook et al, 2014)。珊瑚礁的重要组成部分是珊瑚钙化形成的碳酸钙骨骼(邹仁林, 2001)。海洋酸化使得碳酸钙溶解大于碳酸钙沉淀, 且夜间的溶解现象比白天更为显著; 海洋酸化还可能导致珊瑚净钙化速率变为负值, 从而引起珊瑚骨骼的溶解(Comeau et al, 2017)。
珊瑚钙化生长发生于珊瑚组织基底和骨架之间的钙化中心, 钙离子(Ca2+)和碳酸盐($\mathrm{CO}_{3}^{2-}$)在这里相互结合形成文石沉淀, 最后形成珊瑚新骨骼(McConnaughey et al, 1997)。珊瑚钙化过程涉及的生物过程很多, 其中最直接的几个生物过程包括钙离子运输、碳酸盐运输和骨骼有机基质蛋白的形成。钙离子运输过程中, 自然海水中的Ca2+通过珊瑚钙化中心上面的表皮细胞, 进入胞外钙化中心, 钙化中心通过珊瑚组织中的各种蛋白酶、离子泵增加钙化中心的Ca2+浓度、pH和$\mathrm{CO}_{3}^{2-}$。钙化中心是离子输运最活跃的地方, 位于骨骼和珊瑚组织相连的空间(高度~10μm) (Clode et al, 2007)。钙离子腺苷三磷酸酶(Ca2+-ATPase)是发现较早的离子泵, 广泛存在于多种类型的细胞表层, 尤其是珊瑚钙化细胞的表层。Ca2+-ATPase可以催化水解ATP释放能量, 将Ca2+泵到钙化空间, 将H+泵出钙化中心, 提高钙化中心pH, 促进珊瑚钙化(Zoccola et al, 2004; Sevilgen et al, 2019)。另外, Ca2+运输还和电压依赖性离子通道蛋白有关, 这个蛋白可以将Ca2+运输到钙化中心(Barott et al, 2015); 除了钙离子的运输, 越来越多的$\mathrm{HCO}_{3}^{-}$运输蛋白也被发现, 如钙化细胞上皮分布着溶质载体蛋白家族中的碳酸盐载体蛋白。这个蛋白可以将$\mathrm{HCO}_{3}^{-}$转运到钙化中心, 同时将H+泵出钙化中心, 既向钙化中心提供$\mathrm{HCO}_{3}^{-}$, 又提高pH (Barott et al, 2015)。通过对珊瑚Stylophora pistillata基因组的分析, 研究人员获得8个溶质载体蛋白的基因, 并且验证了溶质载体蛋白4γ是造礁石珊瑚特有的一种蛋白(Zoccola et al, 2015)。而且, 溶质载体蛋白4γ在造礁石珊瑚的功能是运输$\mathrm{HCO}_{3}^{-}$ (Parker et al, 2013)。
除了离子运输相关的蛋白, 珊瑚钙化过程和骨骼有机基质蛋白、钙粘蛋白等有密切关系。其中骨骼有机基质蛋白由珊瑚腔体底部的细胞分泌, 可能诱导、促进和调控碳酸钙沉淀(Drake et al, 2020)。骨骼有机基质蛋白受到越来越多的关注, 含有大量酸性氨基酸。富含酸性氨基酸蛋白(coral acid-rich proteins, CARPs)的pH很低(3.0~4.5), 含有大量负电荷的天冬氨酸和谷氨酸(Mass et al, 2012), 可能促进珊瑚形成的碳酸钙晶体成核, 并调控碳酸钙晶体在珊瑚骨骼中形成高度规律和紧密的排列(Weiner et al, 2003)。另外, 钙粘蛋白也是一种有机基质矿物中重要的蛋白, 参与生物矿化过程, 也存在于人体和其他动物骨骼中(Joubert et al, 2010), 和造礁石珊瑚碳酸钙骨架相连的钙化细胞可能还分泌钙粘蛋白, 该蛋白与珊瑚骨骼的形成有密切关系(Joubert et al, 2010)。其他骨骼有机基质蛋白也很重要, 例如, 在鹿角珊瑚中发现的galaxin是骨骼蛋白的重要组成(Reyes-Bermudez et al, 2009)。珊瑚骨骼中还有脂质和磷脂, 它们可能参与珊瑚钙离子相关的囊泡运输, 也可以稳定碳酸钙晶体(Adamiano et al, 2014; Akiva et al, 2018)。然而, 功能确定的基质蛋白还非常有限, 其他很多骨骼有机基质蛋白的作用还有待于确定。
目前, 针对海洋酸化影响造礁石珊瑚钙化和相关基因表达的联合分析较少。其中, Rocker等(2015)分析了酸化条件下珊瑚生长和20个基因的表达, 表明高CO2降低了珊瑚生长速度, 并下调了泛醇-细胞色素 C还原酶的基因表达。本研究通过酸化模拟实验, 分析风信子鹿角珊瑚(Acropora hyacinthus)的钙化和基因表达, 研究海洋酸化条件下珊瑚的钙化速率及差异表达基因的功能, 预测21世纪末海洋酸化对造礁石珊瑚钙化和生长的影响, 并探讨珊瑚基因表达对海洋酸化的响应方式。

1 材料与方法

1.1 样品采集

于2018年夏季在三亚鹿回头海域(18°02′N, 109°28′E), 采集风信子鹿角珊瑚5株, 每株间隔>5m, 采集深度是水深2~3m。每株珊瑚成体的长度>10cm。在实验室内, 将风信子鹿角珊瑚的剪成大小基本一致分枝(长3~5cm的小分枝)。

1.2 培养实验设置

风信子鹿角珊瑚小分枝在自然海水中暂养10d, 进行新环境的适应和驯化。随后开展室内CO2加富培养实验, 培养时间为30d, 珊瑚样品分成了2个组: (1)对照组, 自然海水, pH=7.9; (2) 高CO2组, 自然海水酸化至pH=7.6, 接近于21世纪末预测的水平(IPCC, 2022), 每个处理组中, 有两个平行培养缸, 每个培养缸有4个平行样, 平行样品用来测定钙化速率和 RNA提取。利用CO2加富器(CE100B, Ruihua), 在高CO2组的海水中通入CO2, 通过调节CO2通入速度, 将海水pH稳定在7.66左右。
本实验海水来源于三亚鹿回头的珊瑚礁区海域, 海水泵入实验室后, 经过砂滤流入5000L的储水池中, 经0.45µm过滤后备用。珊瑚培养在50L培养箱中。培养过程中, 造浪泵水流设为150mL·min-1; 全光谱荧光灯(德国)功率为24W, 光辐射在海水表面约为200μmol·photons·m-2·s-1, 黑暗和光照时间是12h:12h, 培养盐度为33‰, 温度控制在(26±1)℃。

1.3 盐度、温度、pH和碱度的测定

盐度和温度由便携式多参数测量仪(thermo Orion Star A)测定。海水pH由分光光度计测定(UV-2700, 日本)。加入2mmol·dm-3间甲酚紫作为显色剂后, 分光光度法测定前后波长为730、578以及434nm的吸光值变化, 计算海水pH (Dickson et al, 2007)。
海水总碱度(normalized total alkalinity, NTA)也是分光光度计法测定, 用浓度约为0.1mol·L-1盐酸溶液滴定海水至pH为4.0~4.2, 加入80μmol溴甲酚绿作为指示剂, 检测波长630nm和444nm的吸光值(Dickson et al, 2007)。将归一到特定盐度后, 得到归一化的总碱度, 利用国际标准海水(编号: Batch118)对盐酸浓度进行标定。3个海水平行样用于pH和碱度的测定。利用CO2 SYS计算[ $\mathrm{CO}_{3}^{2-}$ ]、pCO2和文石饱和度Ω (Lewis et al, 1998)。

1.4 净钙化速率测定

造礁石珊瑚的净钙化速率由碱度差异法测定(alkalinity anomaly technique)。4个珊瑚平行样在封闭培养盒中培养6h, 通过海水在珊瑚培养前后的碱度差异计算珊瑚净钙化速率(Riebesell et al, 2010)。珊瑚表面积利用多角度拍摄的照片, 进行几何近似法测量 (梁宇娴 等, 2020)。另外, 利用3D扫描技术校正几何近似法测量结果(梁宇娴 等, 2020)

1.5 RNA提取、测序和分析

利用Trizol提取法, 提取培养后的珊瑚样本的总RNA。RNA的提取全程在低温条件下操作。使用分光光度计检查RNA纯度。使用生物分析仪(安捷伦科技公司, 美国)和检测试剂盒(RNA Nano 6000)评估RNA完整性。样品提取总RNA后, 再以片段化后的mRNA为模板合成cDNA。优先选择长度为250~ 300bp的cDNA片段, 用Ampre XP系统(Beckman Coulter, 美国)纯化文库片段。用DNA聚合酶、通用PCR引物进行PCR。评估文库质量后, 利用Illumina HiSeqTM 2000对构建好的文库进行测序。
使用R的软件包DEseq2开展差异基因分析: 将高CO2与对照组的基因表达量进行比较, 以log2Foldchange计算基因表达倍数差异, 用t检验方法计算P-value 值。筛选|log2Foldchange|>2倍和P-value<0.05的基因为差异表达基因。将筛选的差异表达基因进行富集分析, 使用R软件的clusterProfiler程序包的enrichGO进行Gene Ontology(GO)和Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG)分析, qvalueCutoff 设置为0.05, 本研究中只选取了GO term的生物过程(biological process, BP)。

1.6 数据统计和分析

采用R软件和GraphPad Prism进行数据处理和图像处理, 并通过t检验对两组数据进行显著性分析。统计分析中, 根据P<0.05判断数据之间是否具有显著性差异。

2 结果

2.1 海水碳酸盐体系和珊瑚的净钙化速率

本次实验珊瑚培养期间, 碳酸盐体系控制较为稳定, 样品组内的碱度、pH、$\mathrm{CO}_{3}^{2-}$和pCO2的波动范围小于10%, 其中, 对照组和CO2组的碱度均为2370μmol·kg-1; 对照组pH=7.93, 高CO2组pH=7.66; 对照组$\mathrm{CO}_{3}^{2-}$含量为170μmol·kg-1, 对照组为100μmol·kg-1; 对照组pCO2=500μatm, 高CO2组的pCO2=1200μatm (图1)。其中对照组和高CO2组的碱度值没有显著差异(P>0.05), 说明CO2的加富对海水碱度没有影响。但pH、$\mathrm{CO}_{3}^{2-}$和pCO2在高CO2组和对照组中有显著差异(P<0.05), 伴随pCO2升高, pH和$\mathrm{CO}_{3}^{2-}$含量降低。
图1 实验期间碱度、pH、$\mathrm{CO}_{3}^{2-}$含量和pCO2的变化

***表示与对照组存在显著差异

Fig. 1 Variations in alkalinity, pH, $\mathrm{CO}_{3}^{2-}$ and pCO2 for each treatment

结果表明, 在实验开始前期, 珊瑚净钙化在高CO2组和对照组中没有显著差异。但是在实验最后一周, 虽然对照组的珊瑚净钙化净速率没有显著变化, 但是高CO2组的风信子鹿角珊瑚净钙化净速率显著下降(P<0.05)(图2); 有些珊瑚个体在最后一周甚至出现钙溶解现象, 净钙化速率变成负值。总体上, 高CO2显著降低了风信子鹿角珊瑚钙净化速率。
图2 风信子鹿角珊瑚在第1天和第30天的净钙化速率(平均值±标准差)(n=4)

Fig. 2 Net calcification rates of A. hyacinthus with different treatments during 1 d and 30 d incubation (mean±SD) (n=4)

2.2 基因表达

本实验对两个对照组(control_1和control_2)和两个高CO2组(CO2_1和CO2_2)所有基因表达量进行了样品间的相关性分析, 发现组内样品相关性很高, 而组间相关性较低(如control_1和CO2_1, control_2和CO2_2之间)(图3a)。这说明组间重复性较好, 而且高CO2处理导致基因表达在整体上有较明显变化。另外, PCA分析能够将高CO2组和对照组明显区分(图3b), 也说明高CO2处理导致基因表达在整体上明显区别于对照组。PC1可以解释转录组中基因表达量总体方差的48.6%, PC1和PC2可以解释差别的78.3%(图3a、b)。基因通过差异表达分析后, 发现高CO2组和对照组差异表达基因为186个, 其中上调的有37个, 下调的有149个(图3c)。
图3 样品间的相关性分析(a)和主成分分析(b), 以及组间差异表达基因统计(c)

Fig. 3 Correlation analysis between the gene expression of different coral samples (a), and principal component analysis of expressed genes (b), as well as the number of differentially expressed genes (c)

Gene Ontology(GO)和KEGG功能分类是目前较常用的基因功能分类体系。GO分析可以从分子功能、细胞组分、生物过程(BP)三个方面, 将基因进行功能分类, 也可以对差异基因功能按上下调进行GO term分类。本研究从生物过程层面对基因功能分类, 通过上下调基因GO功能富集分析能确定在CO2处理下差异表达的基因功能(图4)。结果显示, 在高CO2组上调的差异基因富集到6个生物过程: 有机物转运、阴离子转运、细胞命运决定、氮化合物转运、化学应激、细胞分化(图4a); 基因表达下调富集的前10个生物过程有: 动物器官发育、脂质转运、有机羟基化合物转运、脂质定位、细胞生物合成过程、调节细胞大分子生物合成过程、细胞分化、细胞表面受体信号通路、生物合成过程的调节、大分子生物合过程的调节(图4b)。
图4 上调(a)和下调(b)基因功能的GO富集(生物过程)分析

-log(Pvalue)是显著值P的对数负值

Fig. 4 GO enrichment analysis of both up (a) and down-regulated (b) genes.

-log(Pvalue) is the negative logarithm of the significance value P

KEGG数据库可以用来查询差异基因在代谢通路中的功能。将我们获得的差异基因进行KEGG 注释分析和富集分析能确定CO2处理后差异基因参与的最主要代谢通路。结果显示, 由于上调基因较少, 在高CO2组上调的差异基因只富集到两个代谢通路: 蛋白质消化和吸收、昼夜节律(图5a)。基因表达下调富集的前10个代谢通路有: 内分泌抵抗、背-腹轴形成、notch信号通路、Th1和Th2细胞分化、维生素消化和吸收、甲状腺激素信号通路、胰岛素抵抗、真核细胞跨内皮迁移、糖胺聚糖结合和蛋白粘附剂诱导(图5b)。
图5 上调(a)和下调(b)差异基因功能的KEGG富集(生物过程)分析

Fig. 5 KEGG enrichment analysis of both up and down-regulated genes

为了筛选与Ca2+来源、碳酸盐来源以及骨骼有机基质蛋白相关基因, 我们从文献中挑选了已知的钙化相关基因, 并利用热图分析了这些基因在不同处理组的表达(图6)。钙化相关的基因中, Ca2+来源和Ca2+结合蛋白相关基因有: 钙粘蛋白(cadherin)、原钙粘蛋白(protocadherin)、质膜钙ATP酶(plasma membrane calcium ATPase)、电压−依赖性钙通道(voltage− dependent L-type calcium channel), 这些蛋白大多在高CO2处理组中上调, 然而有些原钙粘蛋白转录本在高CO2处理组中既有上调也有下调。碳酸盐来源相关的基因中, 主要有碳酸酐酶和溶质运载蛋白(solute carrier family 4), 我们发现多个碳酸酐酶转录本(carbonic anhydrase 2, 4, 11, 12)和溶质运载蛋白在高CO2处理组下调。骨骼有机基质蛋白相关基因有galaxin、CARP3和胶原α-4(Ⅵ), 其中galaxin在高CO2处理组中下调, 而CARP3、胶原α-4(Ⅵ)在高CO2处理组中上调。
图6 风信子鹿角珊瑚钙化相关基因在不同处理组中的表达热图

绿色代表下调, 红色代表上调

Fig. 6 Heatmap of the gene expression involved biomineralization, colors represent genes that are up (red) or down-regulated (green)

3 讨论

本研究中, 风信子鹿角珊瑚生长的海水pH从7.93降低到7.66(图1)。高CO2处理组中的pH接近于21世纪末的海水pH水平。珊瑚培养30天后, 我们发现酸化导致风信子鹿角珊瑚的净钙化速率显著降低(P<0.05)(图2), 这一结果与之前报道的大多数酸化实验结果一致(Moya et al, 2012; Cornwall et al, 2021)。
虽然酸化对珊瑚基因表达的调控和之前报道的有一致性, 但也有很大差异。其中, Moya等(2012)发现碳酸酐酶在酸化条件下调, 但是钙离子运输相关基因没有一致的上调。另外, Moya等(2012)认为珊瑚受酸化影响的通路主要在细胞外区域和线粒体, 而本次实验中影响的生物过程发生在细胞膜, 如有机物、离子运输、细胞表面受体信号通路。我们推测, 珊瑚在酸化条件下首先上调了珊瑚的化学应激基因和细胞表面受体信号通路的表达, 因为这些基因是化学变化直接影响的通路。其次, 珊瑚的物质运输受到了酸化的影响, 如氮化合物转运、脂质转运、有机羟基化合物转运。最后, 细胞生物合成过程、调节细胞大分子生物合成过程、细胞分化、细胞命运等生物过程也受到酸化的影响。在KEGG代谢通路富集分析中发现, 有些下调的基因富集在notch信号通路, 该通路调节可以有效影响动物成骨与破骨之间的生物过程。另外, 还有些下调的基因富集在胰岛素抵抗、甲状腺激素信号通路。对人体骨骼的研究发现, 胰岛素抵抗能够明显促进甲状腺细胞的增殖, 而甲状腺激素可以促进骨骼形成(朱亚兰 等, 2006)。推测珊瑚在酸化环境影响下, 可能通过下调胰岛素抵抗和甲状腺激素信号通路的相关基因减少珊瑚骨骼形成。之前有研究报道称CO2上调了脂质代谢和珊瑚应激反应(Kenkel et al, 2018), 本研究中CO2也影响了珊瑚脂质转运和脂质定位。珊瑚响应通路的差异在之前的研究中较少报道, 这可能和实验方法、物种特异性、数据分析方法和侧重点都有关系, 需要通过大数据进一步分析酸化影响下珊瑚保守和易变的生物过程和生物通路。然而, 本文没有对虫黄藻和共生微生物进行分析, 这可能限制我们对造礁石珊瑚生理和分子过程变化的理解, 因为造礁石珊瑚由宿主、共生虫黄藻和共生微生物组成(Yarden et al, 2007)。
海洋酸化影响珊瑚钙化的研究越来越多, 但是影响珊瑚钙化的具体机制仍然没有得到很好的解释。本研究分析了钙化相关基因的差异基因表达模式, 如碳酸盐来源、钙离子运输以及骨骼有机基质蛋白。在本研究中, 酸化抑制了碳酸酐酶基因的表达, 说明珊瑚可能通过降低碳酸酐酶活性减少$\mathrm{HCO}_{3}^{-}$的形成, 也减少水合和水解反应产生的H+, 最后通过碳酸盐平衡以维持钙化中心的pH。碳酸酐酶在动物的生物矿化和骨骼形成过程中起着重要的作用(Tohse et al, 2006)。动物在长期的酸性环境刺激下, 碳酸酐酶活性受到抑制, 生物矿化和钙化速率也会因此减少(Biscéré et al, 2019)。然而, 在一些研究中碳酸酐酶的表达在低pH条件中无差异(Kurihara et al, 2018), 有些在低pH条件中下调(Moya et al, 2012), 有些在低pH条件下上调(Vidal-Dupiol et al, 2013), 这表明不同珊瑚物种对高CO2的反应不同。另外, 酸化条件下溶质运载蛋白(solute carrier family 4)基因表达也下调。solute carrier family 4是一种碳酸氢钠协同转运蛋白, 酸化导致此蛋白的下调, 也会减少珊瑚钙化中心的$\mathrm{HCO}_{3}^{-}$来源, 不利于珊瑚钙化(Chen et al, 2018)。然而, 作为一种补偿, 大多数钙离子来源相关的基因, 如Ca2+结合、运输、粘着蛋白在酸化条件下上调。本次实验中, 高CO2处理后, Ca2+-ATPase和Ca2+ channel 基因表达上调, 有可能影响钙化的Ca2+的运输和在钙化中心的浓度。在珊瑚白化机制的研究报道中发现, Ca2+稳态相关基因的差异表达, 会导致珊瑚白化、钙化减少(Desalvo et al, 2008)。这些结果表明, 珊瑚在酸化条件下上调了钙离子运输相关基因的表达, 可能和珊瑚保持钙离子稳态、维持珊瑚正常生物过程有关, 但是对珊瑚钙化速率没有显著影响。
珊瑚骨骼有机基质在本次研究中由于CO2的变化, 也有表达差异, 如galaxin在高CO2处理组中下调。酸性氨基酸富含蛋白 (CARP3)和胶原蛋白[collagen alpha−4(Ⅵ)]在高CO2处理组中上调。珊瑚骨骼有机基质蛋白中的CARPs是研究较多的一个蛋白, 可以促进碳酸钙晶体成核(Weiner et al, 2003)。但是, galaxin、胶原蛋白和CARPs的分泌是否可以提高珊瑚钙化速率尚未得到证实。另外, 钙粘蛋白转录本有些是上调的, 有些则是下调的, 但是下调的转录本数量总体大于上调的部分(图5)。酸化条件下, Ca2+运输蛋白(如Ca2+-ATPase和Ca2+ channel)和钙粘蛋白相关基因的差异表达, 可能改变珊瑚骨骼的钙化形成, 导致珊瑚的骨骼密度疏松(Fantazzini et al, 2015)。Ca2+运输和钙粘蛋白相关基因, 可能通过钙离子浓度、改变珊瑚组织和骨骼之间的连接来维持珊瑚钙化, 并且形成稳定坚固的方解石晶体结构, 最终降低碳酸钙晶体的溶解。珊瑚骨骼有机基质蛋白中有些蛋白可以抑制珊瑚骨骼形成, 有些蛋白可以促进珊瑚骨骼形成(Marin et al, 2007)。迄今为止骨骼有机基质蛋白方面的分析数据还十分有限, 很多珊瑚骨骼有机基质与钙化作用相关的具体机制仍有待进一步揭示(Moya et al, 2012)。本研究发现, 骨骼有机基质蛋白在不同处理组有不同的表达模式, 如何影响珊瑚钙化尚需进一步研究。

4 结论

本研究探讨了酸化对风信子鹿角珊瑚钙化的影响。结果发现, 高CO2不仅减少了风信子鹿角珊瑚的 钙化, 还影响了一系列生物过程, 如化学应激基因、细胞表面受体信号通路的表达、氮化合物转运、脂质转运、有机羟基化合物转运、细胞生物合成过程、调节细胞大分子生物合成过程、细胞分化、细胞命运等。另外, notch信号通路和甲状腺激素信号通路也有可能对珊瑚骨骼的形成有影响。酸化条件抑制CA酶活性和溶质运载蛋白(solute carrier family 4)的表达, 但是上调了钙离子运输相关的基因表达, 钙离子运输上调可能和保持Ca2+稳态、维持珊瑚正常生命活动有关。这进一步说明酸化条件下风信子鹿角珊瑚净钙化速率的下降趋势主要和碳酸盐运输有关, 而不是钙离子运输。

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