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Journal of Tropical Oceanography >

2025 , Vol. 44 >Issue 4: 136 - 144

DOI: https://doi.org/10.11978/2024138

Marine Ecology

Effects of water quality changes on community structures of Symbiodiniaceae and symbiotic bacteria in soft coral Lobophytum sp.

  • LI Da ,
  • WANG Yunzhong ,
  • QI Jiguang ,
  • YANG Cuihua
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  • Marine Science and Technology Museum, Qingdao 266003, China
YANG Cuihua. email:

Received date: 2024-07-11

  Revised date: 2024-08-02

  Online published: 2024-10-14

Fold

Abstract

In this study, Lobophytum sp. was cultured under different water qualities for one month, and the community structure of Symbiodiniaceae, ambient water bacteria, and symbiotic bacteria were analyzed using high-throughput sequencing technology. The findings indicated the following. 1) Symbiodiniaceae richness decreased significantly under nutrients conditions ranging from 0 to 80.64 μmol·L-1 nitrate and 0 to 1.05 μmol·L-1 phosphate. Cladocopium sp. dominated the Symbiodiniaceae in all three coral groups, with a relative abundance ranging from 70.25% to 98.13%, exhibiting higher tolerance to low nutrients concentration but greater sensitivity to high nutrients concentration. 2) At the phylum level, water-associated bacteria and coral symbiotic bacteria differed in relative abundance, with all dominant bacterial populations belonging to Proteobacteria, ranging from 45.63% to 86.55% in relative abundance. However, the environmental bacterial diversity at the genus level (Shannon index 4.60~4.97) was higher than that of coral symbiotic bacteria (Shannon index 2.58~3.81), with distinct taxonomic separation between the two communities at the genus level. 3) The coral symbiotic bacterium Cohaesibacter exhibited high tolerance to low nutrient levels, with its relative abundance increasing significantly from < 3% to 40.27% as nutrient levels decreased. Additionally, this genus of soft corals demonstrated strong adaptability to symbiotic bacteria Vibrio, with no significant anomalies observed even at a high Vibrio abundance of 23.71%. These results suggest that the abundance of Symbiodiniaceae and symbiotic bacteria in corals is influenced by ambient water quality, leading to changes in dominant bacteria and alterations in community structure of symbiotic bacteria from corals. Moreover, nutrient fluctuations preferentially shaped the community structure of coral-associated bacteria over environmental bacteria, with more pronounced effects on the former. This study contributes to the growing body of research on soft corals by providing a foundation for understanding how different water quality parameters dynamically affect the structure of symbiotic microorganisms in soft corals. It also offers insights into the effect of water quality fluctuations on soft coral Symbiodiniaceae and bacterial community structure in artificial environments, thereby supporting the development of coral conservation programs.

Key words： Lobophytum; Symbiodiniaceae; symbiotic bacteria; nutrients; community structure

Cite this article

LI Da , WANG Yunzhong , QI Jiguang , YANG Cuihua . Effects of water quality changes on community structures of Symbiodiniaceae and symbiotic bacteria in soft coral Lobophytum sp.[J]. Journal of Tropical Oceanography, 2025 , 44(4) : 136 -144 . DOI: 10.11978/2024138

豆荚软珊瑚属(Lobophytum)属于刺胞动物门(Cnidaria)、珊瑚虫纲(Anthozoa)、软珊瑚目(Alcyonacea)、软珊瑚科(Alcyoniidae), 广泛分布于我国海南岛周边海域。软珊瑚含有丰富的萜类化合物和类固醇, 且具有独特的结构多样性(Kamada et al, 2018; Phan et al, 2019; Ngoc et al, 2021)。豆荚软珊瑚资源丰富, 是珊瑚礁生态系统中的重要组成部分, 也是海洋水族贸易中的常见种类, 同时, 其天然代谢产物具有非常好的生理活性, 如抗炎、抗病毒、抗感染等(Matthée et al, 1998; Cheng et al, 2014; Lai et al, 2017), 具备优良的潜在药用价值。共生藻(Symbiodiniaceae)为棕色单细胞的甲藻, 与珊瑚为互利共生关系, 其光合作用是珊瑚共生体生长代谢的重要能量来源, 共生藻的健康度和数量影响到珊瑚共生体的生理循环, 具有较高共生藻密度的珊瑚共生体通常表现出较强的抗逆性(Qin et al, 2019)。珊瑚共生体中原核生物的组成具有高度多样性, 主导微生物包含α变形杆菌(Alphaproteobacteria)、γ变形杆菌(Gammaproteobacteria)、β-变形杆菌(Betaproteobacteria)和拟杆菌(Bacteriodetes)等(Kelly et al, 2014)。研究表明, 珊瑚共生体的微生物组成是影响珊瑚健康的重要因素(MacKnight et al, 2021)。
近年来, 环境变化导致珊瑚礁白化日趋严重。大部分珊瑚研究集中在石珊瑚目, 而软珊瑚的研究多集中于其活性物质(Franyoto et al, 2019; Rodrigues et al, 2019; Roy et al, 2019; Mohamed et al, 2022; Bawakid et al, 2023; Sato et al, 2023; Mohamed et al, 2024; Mohammed-Geba et al, 2024), 其他方面研究较少, 随着近岸海域逐渐富营养化, 导致珊瑚受胁迫的因素不断增多。研究珊瑚共生藻和共生细菌群落组成, 不仅可以掌握珊瑚健康状态, 还有助于理解和推理珊瑚的环境适应性, 以做出有益于珊瑚保护的可控性的现实策略。本研究选取软珊瑚目下的常见优势种豆荚软珊瑚作为实验对象, 利用高通量测序对水质变化下的水体细菌、珊瑚共生藻和共生细菌进行群落结构分析, 旨在丰富软珊瑚的研究领域, 为不同水质指标对软珊瑚共生微生物结构的动态影响提供一定理论依据, 填补人工环境下水质波动对软珊瑚共生藻和菌群结构的影响变化的研究空白, 为珊瑚共生细菌的生态功能研究提供理论基础, 同时为制定珊瑚保育方案提供一定借鉴。

1 材料与方法

1.1 材料

野外采集种豆荚软珊瑚母体在实验室珊瑚缸人工饲养5年。珊瑚母体健康无损伤, 触手伸出正常, 形态伸展自然。
珊瑚母体所在饲养缸水质参数为: 水温25℃、盐度32‰、pH 8.1~8.4、亚硝态氮0~0.43μmol·L-1、氨氮0~2.77μmol·L-1、硝态氮80.64~161.28μmol·L-1、磷酸盐1.05~2.11μmol·L-1、碳酸盐硬度(KH)8~9dKH、Ca 9.48~9.98μmol·L-1、Mg 46.49~52.58mmol·L-1。

1.2 样品处理

对珊瑚母体指状凸起部位进行相同体积的随机切割, 共切为9份, 每份重量(1.5±0.1)g。将珊瑚组织随机分为3组, 每组3个平行个体, 3组珊瑚在切割创面恢复后分别置于3个不同水质珊瑚缸进行饲养, 相同组的3个珊瑚个体置于同一珊瑚缸中, 光源选用90W水族太空灯(希帝莱), 每日光照12h、昏暗12h, 光强变化模拟日出日落, 最大光照强度为10000lux。饲养期内只针对缸内鱼类投喂适量颗粒饲料, 饲养时间1个月。实验珊瑚缸为独立珊瑚缸系统, 编号为1、2、3, 均为正常运转2年以上, 其中1号实验缸为实验珊瑚母体和实验珊瑚创面恢复所在饲养缸, 为对照组。三组实验缸除实验珊瑚外, 包含少量其他生物, 具体情况见表1。实验缸分别对应水体细菌编号为W1、W2和W3, 对应珊瑚共生藻编号为C1、C2和C3, 对应珊瑚共生细菌编号为B1、B2和B3。实验珊瑚缸水质参数测量周期为5d, pH、营养盐、KH和钙镁离子浓度检测工具为专用试剂盒(青岛通用海大), 数值见表2。
表1 实验珊瑚缸饲养生物

Tab. 1 Marine organisms in experimental coral aquarium

珊瑚缸 红皮藻科 刺尾鱼科 雀鲷科 天竺鲷科 软珊瑚科 海葵科
1 Y Y N N Y Y
2 N N Y Y N Y
3 N N N N N Y

注: Y代表存在, N代表无

表2 实验珊瑚缸水质参数

Tab. 2 Water quality parameters in experimental coral aquarium

珊瑚缸 水温/℃ 盐度/‰ pH 亚硝态氮
/(μmol·L-1)		 氨氮
/(μmol·L-1)		 硝态氮
/(μmol·L-1)		 磷酸盐
/(μmol·L-1)		 KH/dKH 钙离子
/(μmol·L-1)		 镁离子
/(μmol·L-1)
1 25 32 8.1~8.4 0~0.43 0~2.77 80.64~161.28 1.05~2.11 8~9 9.48~9.98 46.49~52.58
2 25 32 8.1~8.4 0~0.43 0~2.77 403.20~806.39 2.11~5.26 8~9 9.48~9.98 46.49~52.58
3 25 32 8.1~8.4 0~0.43 0~2.77 32.26~80.64 0~1.05 8~9 9.48~9.98 46.49~52.58
实验结束后, 记录每组豆荚软珊瑚健康状态。分别取三个珊瑚缸水样(每缸4L), 进行无菌滤膜(0.22μm, 混合纤维素材质)过滤, 收集滤膜。取出所有珊瑚组织, 进行无菌海水清洗, 去除表面附着物, 保留表面粘液。所有样品保存于-80℃, 用于后续DNA提取和测序。

1.3 高通量测序

所有样品使用E.Z.N.A™ Mag-Bind Soil DNA Kit试剂盒(OMEGA)完成核酸提取。使用琼脂糖凝胶电泳检测DNA完整性, Qubit®4.0荧光计定量检测DNA样本浓度。水样和珊瑚(细菌)样品DNA经16S引物(F: 5′-CCTACGGGNGGCWGCAG-3′和R: 5′-GACTACHVGGGTATCTAATCC-3′)(Moreno et al, 2002)扩增建立文库, 珊瑚(共生藻)DNA经ITSinfor2(5′-GAATTGCAGAACTCCGTG-3′)(Lajeunesse et al, 2000)和ITS2rev(5′-GGGATCCATATGCTTAAGTTCAGCGGGT-3′) (Coleman et al, 1994)引物扩增建立文库, 所有文库通过2%琼脂糖凝胶电泳检测大小, 经Qubit®4.0荧光定量仪进行浓度测定。最后在Illumina MiSeq平台进行测序。

1.4 序列分析

所得测序数据经去除冗余和无效序列后, 将所有样本序列按照序列间的距离进行聚类, 序列按 97%相似度标准分成不同可操作分类单元(operational taxonomic units, OTUs)。基于OTU聚类分析结果, 使用软件Mothur对样本聚类结果进行α-多样性指数分析。使用R语言构建和绘制相对丰度图、韦恩图(Venn diagram)和样本间距离树状图。

2 结果

2.1 共生藻组成分析

实验结束后, 三组珊瑚生长状态均正常, 无显著差异, 3组实验缸其他生物均生长良好。珊瑚共生藻ITS测序共获得有效序列294668条, 统计数据如表3所示。聚类和分类学分析显示, C1和C3珊瑚共生藻均以Cladocopium属和Symbiodinium属为优势种群, C2珊瑚共生藻以Cladocopium属为优势种群, C1共生藻90.69%为Cladocopium属, C2共生藻70.25%为Cladocopium属, C3共生藻98.13%为Cladocopium属(表4), 测序结果unclassified由于未显示其上一阶分类名因此不作统计。OTUs多样性指数分析结果显示, 环境水体变化后, C2和C3的Shannon指数和Simpson指数相比对照组均差异明显(表5), C2共生藻多样性显著升高, C3共生藻多样性显著下降。Chao指数和Ace指数显示, 环境水体变化后, C2共生藻丰富度变化不明显, C3共生藻丰富度明显降低。
表3 珊瑚共生藻测序数据

Tab. 3 Sequencing data of Symbiodiniaceae

样本组名 效序列条数 平均长度/bp 最短序
列长度/bp		 最长序
列长度/bp
C1 106234 289.89 240 369
C2 92647 305.81 201 369
C3 95787 283.77 237 385
表4 珊瑚共生藻相对丰度情况

Tab. 4 Relative abundance of Symbiodiniaceae

样本组名 Cladocopium
相对丰度/%		 Symbiodinium
相对丰度/%		 未鉴定类相
对丰度/%		 其他类
相对丰度/%
C1 90.69 1.01 8.18 0.12
C2 70.25 0.75 28.85 0.15
C3 98.13 1.14 0.13 0.60
表5 珊瑚共生藻α-多样性指数

Tab. 5 α-diversity indices of Symbiodiniaceae

样本组名 序列数 分类
单元		 Shannon
指数		 Simpson
指数		 Chao
指数		 Ace
指数		 覆盖率
C1 105818 20 0.42 0.82 21.00 22.82 1.00
C2 92363 22 0.74 0.56 22.00 22.00 1.00
C3 95698 14 0.15 0.95 14.00 14.00 1.00
基于属分类水平的共生藻群落相对丰度柱状图如图1所示。环境水体变化后, C2共生藻Cladocopium属丰度明显降低, 而C3共生藻Cladocopium属丰度少量升高。基于物种水平的韦恩图显示(图2), 三组珊瑚具有相同共生藻8种, C1、C2和C3特有共生藻分别为1种、3种和2种。
图1 珊瑚共生藻相对丰度

Fig. 1 Relative abundance of Symbiodiniaceae

图2 珊瑚共生藻物种分布韦恩图

Fig. 2 Venn diagram of Symbiodiniaceae species distribution

2.2 环境水体细菌和珊瑚共生细菌群落分析

细菌16S测序共获得有效序列559946条, 统计数据如表6所示。OTU聚类显示水体细菌和珊瑚共生 细菌共37门104纲302目506科917属1060种。两者细菌在门水平上丰度差异如表7所示, 其中主导细菌优势种群均为变形菌门(Proteobacteria), 水体中其他细菌种群多为髌骨菌门(Patescibacteria)、放线菌门(Actinobacteriota)和疣微菌门(Verrucomicrobiota), 而珊瑚其他共生细菌种群多为螺旋体门(Spirochaetota)和蓝菌门(Cyanobacteria)。多样性指数分析显示(表8), 环境水体细菌多样性均高于珊瑚共生细菌多样性, 水体细菌多样性由高到低依次为W2、W3和W1, 珊瑚共生细菌多样性由高到低依次为B2、B1和B3, 两者多样性高低顺序不完全一致。Shannon指数和Simpson指数显示, 环境水体改变后, C2组珊瑚共生细菌多样性有所升高, C3组珊瑚共生细菌多样性有所降低。Chao指数和Ace指数显示, C1组和C2组的水体细菌丰富度较高于C3组水体, 而环境水体改变后, C2组珊瑚共生细菌丰富度明显升高, C3组珊瑚共生细菌丰富度少量升高。
表6 环境水体细菌和珊瑚共生细菌测序数据

Tab. 6 Sequencing data statistics for environmental water bacteria and coral symbiotic bacteria

样本组名 有效序列条数 平均长度/bp 最短序列长度/bp 最长序列长度/bp
W1 70993 410.70 351 468
W2 101847 410.76 350 463
W3 117782 409.87 350 456
B1 53373 422.88 354 462
B2 120092 416.80 350 465
B3 95859 406.93 350 457
表7 环境水体细菌和珊瑚共生细菌相对丰度(单位: %)

Tab. 7 Relative abundance (%) for environmental water bacteria and coral symbiotic bacteria

样本组名 变形菌门 髌骨菌门 放线菌门 螺旋体门 蓝菌门 疣微菌门 拟杆菌门 蛭弧菌门 厚壁菌门 浮霉菌门
W1 53.46 6.21 17.33 0.01 1.52 3.62 5.68 2.17 1.15 2.26
W2 45.63 23.51 9.98 0.02 0.83 8.37 1.74 1.53 0.38 0.80
W3 55.98 19.64 4.21 0.05 1.55 5.47 2.22 2.96 0.14 1.16
B1 61.03 0.10 2.03 14.93 13.07 0.38 2.43 0.01 3.61 0.77
B2 69.75 0.07 3.24 14.56 3.52 0.64 4.73 0.26 1.90 0.31
B3 86.55 0.51 0.42 7.60 0.64 0.49 1.21 0.88 0.57 0.44
表8 环境水体细菌和珊瑚共生细菌多样性指数

Tab. 8 Diversity indices of environmental water bacteria and coral symbiotic bacteria

样本组名 序列数 分类单元 Shannon指数 Simpson指数 Chao指数 Ace指数 覆盖率
W1 53759 2746 4.60 0.13 2862.37 2924.59 0.99
W2 70846 2658 4.97 0.05 2793.00 2887.91 0.99
W3 112451 1809 4.89 0.06 1833.67 1822.23 1.00
B1 47324 608 3.33 0.09 647.65 656.31 1.00
B2 116473 1007 3.81 0.06 1066.35 1052.82 1.00
B3 88783 739 2.58 0.20 803.75 829.94 1.00
基于属分类水平的环境水体细菌和珊瑚共生细菌的相对丰度如图3所示。结果显示, W1环境水体优势种群有Clade_Ia(33.25%)、Mycobacterium (14.67%)等; W2环境水体优势种群有Clade_Ia(19.59%)、Mycobacterium (8.92%)、Maribius(5.50%)、norank_Candidatus_Kuenenbacteria(3.44%)、norank_Simkaniaceae下的属(3.24%)、unclassified_Rhizobiales下的属(3.21%)等; W3环境水体优势种群有Clade_Ia (21.20%)、unclassified_Rhizobiales下的属(8.55%)、unclassified_Parcubacteria(4.82%)、Maribius(3.89%)、norank_Candidatus_Kuenenbacteria(3.13%)、Mycobacterium(3.12%)等; B1珊瑚共生优势种群有Acinetobacter(25.76%)、Pseudomonas(18.62%)、norank_Chloroplast(13.04%)、unclassified_Spirochaetaceae下的属 (8.96%)、Spirochaeta_2(5.97%)、Enhydrobacter (3.83%)等; B2珊瑚共生优势种群有Vibrio (23.71%)、Pseudovibrio (9.79%)、Spirochaeta_2(8.91%)、Ruegeria (6.01%)、unclassified_Spirochaetaceae下的属(5.65%)、Tropicibacter(3.78%)、norank_Chloroplast(3.50%)、unclassified_Alphaproteobacteria下的属(3.07%)等; B3珊瑚共生优势种群有Cohaesibacter(40.27%)、unclassified_Alphaproteobacteria下的属(11.32%)、Tropicibacter(8.04%)、Ruegeria (7.35%)、Spirochaeta_2 (7.15%)、norank_Rhodobacteraceae下的属(7.08%)等。对比发现, 珊瑚共生细菌优势种群相对丰度和对应水体细菌具有较大差异性, 且在环境水体改变后, 珊瑚共生细菌群落结构发生变化。B2珊瑚共生细菌在环境水体改变后主导优势种群从Acinetobacter变为Vibrio, Acinetobacter和Pseudomonas丰度显著下降, Vibrio、Pseudovibrio和Ruegeria相对丰度显著升高, 而B3组珊瑚主导优势种群则从Acinetobacter变为Cohaesibacter, Acinetobacter、Pseudomonas、norank_Chloroplast和unclassified_Spirochaetaceae下的属相对丰度显著下降, Cohaesibacter、unclassified_Alphaproteobacteria下的属、Tropicibacter、Ruegeria和norank_Rhodobacteraceae下的属丰度显著升高。三组环境水体细菌主导优势种群均为Clade_Ia, 与三组珊瑚共生细菌主导优势种群差异显著。
图3 环境水体细菌和珊瑚共生细菌相对丰度

Fig. 3 Relative abundance comparison between environmental water bacteria and coral symbiotic bacteria

基于物种水平的韦恩图显示(图4), 环境水体和珊瑚具有相同细菌85种, 三组珊瑚特有共生细菌分别为47种、58种和19种, 三组环境水体特有细菌分别为86种、32种和32种。样本间距离树状图显示, 水体细菌群落和珊瑚共生细菌群落两者距离较远, B2和B3的水体细菌群落较为相似, 与B1差异较大, W2和W3的珊瑚共生细菌群落较为相似, 与W1差异较大(图5)。
图4 环境水体细菌和珊瑚共生细菌物种分布韦恩图

Fig. 4 Species Venn diagram: environmental water bacteria vs. coral symbiotic bacteria

图5 环境水体细菌和珊瑚共生细菌距离树状图

Fig. 5 Community distance dendrogram: environmental water bacteria vs. coral symbiotic bacteria

3 讨论

3.1 珊瑚共生藻群落结构变化

共生藻具有极高的多样性, 分子生物学研究发现其种类分为A—I的9个主要系群(Santos et al, 2001; Ziegler et al, 2017), 也有学者将其细化区分为15个谱系(LaJeunesse et al, 2018)。在环境胁迫下, 珊瑚共生体会降低共生藻密度以降低呼吸速率, 减少能耗, 同时一定程度增加体内共生藻的光合效率(Li et al, 2008; Kaniewska et al, 2011; Enríquez et al, 2017; Wangpraseurt et al, 2017)。研究发现, 霜鹿角珊瑚(Acropora pruinosa)的热耐受性与共生藻密度呈正相关(Yu et al, 2020)。在本实验中, 环境水体磷酸盐和硝态氮大幅升高后(C2), 共生藻丰富度变化不明显, 认为豆荚软珊瑚共生体在一定营养盐范围的水体环境内(硝态氮80.64~806.39μmol·L-1, 磷酸盐1.05~5.26μmol·L-1), 共生藻总体丰富度较稳定, 基本不受环境营养盐波动的影响; 环境水体磷酸盐和硝态氮降低后(C3), 共生藻丰富度明显降低, 认为低营养盐的水体环境(硝态氮32.26~80.64μmol·L-1, 磷酸盐0~1.05μmol·L-1)会导致豆荚软珊瑚共生体主动降低共生藻丰富度, 以适应水体环境, 与前述学者的研究结果相似。
珊瑚与多种共生藻共生时, 通常只有一种共生藻系群占据主导地位(Rowan et al, 1997; LaJeunesse, 2002; Little et al, 2004)。共生藻群落组成会随环境变化而改变, Berkelmans 等(2006)发现将多孔鹿角珊瑚(Acropora millepora)移至温度较高的海域后, 优势共生藻C2亚系群逐渐被Durusdinium属取代, 且珊瑚的耐热性增加。Baker等发现C1亚系群共生藻的温度适应范围较广, 能够适应低温与富营养化环境, 且光合效率较高(Baker et al, 2013)。杯型珊瑚(Pocillopora sp.)在温度胁迫环境下, 共生藻群落结构发生转变, 主导系群C42的相对丰度由76%下降至25%(Zhu et al, 2022)。本实验所用的豆荚软珊瑚共生藻以Cladocopium属(90.69%)为主导优势种群, 环境水体磷酸盐和硝态氮大幅升高后(C2), Cladocopium属丰度下降至70.25%, 环境水体磷酸盐和硝态氮降低后(C3), Cladocopium属丰度升为98.13%, 认为Cladocopium属共生藻的耐高营养盐性不佳, 耐低营养盐性较佳, 容易在水体富营养化后被其他共生藻部分取代, 而在极低营养盐环境下有逐渐成为豆荚软珊瑚唯一共生藻种群的趋势; Symbiodinium属在环境水体变化前后丰度差异不明显(0.75%~1.14%), 认为Symbiodinium属共生藻对水质营养盐敏感度较低。低丰度的背景共生藻比主导系群更加活跃, 在环境改变时珊瑚共生体可以自发地产生优势共生藻的更换, 提高了珊瑚在极端环境下生存能力(Ziegler et al, 2018)。本实验中, 对照组背景共生藻的未分类共生藻在水体富营养化后, 丰度大幅上升, 由8.18%升至28.85%, 表明其对高营养盐耐受性较佳, 在珊瑚礁海域水体富营养化的背景下, 具有较强的研究价值, 可作为后续共生藻分类鉴定工作中的重点研究对象。

3.2 水体细菌与珊瑚共生细菌群落变化

珊瑚共生细菌直接影响珊瑚的健康状态, 对维持珊瑚健康存活和抵御疾病有着重要作用(Rohwer et al, 2002; Rosenberg et al, 2007; Ziegler et al, 2016)。当环境发生变化时, 珊瑚共生菌在珊瑚体内可以产生有益化合物或抗体等来应对压力, 以维持共生体的稳定性(Rosenberg et al, 2007)。本实验中, 3组环境水体细菌的主导优势种群均为Clade_Ia(分别为33.25%、19.59%、21.20%), 而对应珊瑚共生细菌的主导优势种群分别为Acinetobacter(25.76%)、Vibrio(23.71%)和Cohaesibacter(40.27%), 根据图3对比发现, 水体环境变化后, 水体中细菌种群结构和对应珊瑚共生细菌种群结构的差异性较大, 认为珊瑚共生细菌的种群丰度受环境水体原有菌群的影响较小, 或者水体营养盐的变化波动对珊瑚共生细菌种群结构的影响大于水体中细菌群落对其的影响。变形菌普遍存在于各种珊瑚中, 是珊瑚共生细菌中的重要种群, 3组珊瑚共生细菌的主导优势种群均为变形菌门, 与Barott 等(2011)和Lee 等(2012)的发现结果相一致。
在胁迫环境下, 珊瑚宿主会主动改变与自身共生的微生物结构, 甚至改变主导微生物种群, 以维持共生体的正常生理功能(Reshef et al, 2006; Glasl et al, 2016; Van de Water et al, 2018), 而珊瑚共生微生物群体的调控与其主导微生物有关(La Rivière et al, 2013; McCauley et al, 2016; Wessels et al, 2017)。本研究中, 在环境营养盐升高后(C2组), 珊瑚共生细菌多样性对应升高(Shannon指数由3.33升至3.81), 共生细菌丰富度明显升高(Ace指数由656.31升至1052.82), 主导菌群由Acinetobacter (25.76%)变为Vibrio(23.71%), 认为高硝态氮和高磷酸盐水体环境会导致豆荚软珊瑚的主导共生细菌种群发生替代, 共生细菌种群结构发生改变, 同时高营养盐促使共生细菌快速增殖。在环境水体营养盐较为匮乏的C3组中, 珊瑚共生细菌丰富度少量升高(表8), 其中共生细菌Cohaesibacter丰度从0.22%升高至40.27%, 认为该细菌具有较强的低营养盐耐受性, 其增殖原因是否受珊瑚共生体健康程度所影响, 还需进一步的珊瑚免疫或代谢指标实验来解释。
细菌对调节珊瑚共生体的稳态有着重要作用, 菌群变化可以一定程度反映珊瑚共生体的应激情况。本实验发现, 在环境水体营养盐升高和降低后, 珊瑚共生细菌的主导种群均发生改变, 且丰度水平明显高于第二细菌种群, 认为豆荚软珊瑚共生细菌群落对环境营养盐浓度较为敏感, 容易发生细菌结构的改变和主导细菌种群的更替。距离树状图反映各样本间的相似程度, 图5结果显示W2和W3环境水体细菌较为相似, 与W1差异明显, 而B2和B3珊瑚共生细菌同为相似, 与B1差异明显, 认为环境水体细菌可能对珊瑚共生细菌的生成和改变产生一定影响。
珊瑚病原菌研究发现, 珊瑚白化和弧菌有着直接关系(Ben-Haim et al, 2003), 罗尼氏弧菌Vibrio shilonii会产生胞外毒素, 抑制共生藻光合作用, 间接导致珊瑚白化(Banin et al, 2001)。Vibrio的多个已知种对珊瑚具有致病性, 其丰度可以作为珊瑚健康的判断依据(Farmer et al, 2021)。本研究中, 在环境水体富营养化后, C2组珊瑚共生细菌的主导种群变为Vibrio(23.71%), 由于Vibrio在C2组环境水体的细菌群落中占比为1.81%, 与该属在C1组环境中占比1.06%差异不显著, 因此认为珊瑚共生细菌Vibrio种群的增加与对应环境水体细菌丰度关系较小, 可能为珊瑚适应富营养化环境而主动做出的主导菌群调控, 或珊瑚共生细菌群落的相互拮抗结果。

3.3 水质变化对珊瑚状态的影响

影响珊瑚生长的因素较为广泛, 包括光照、温度、盐度、pH、KH、水流强度、水体营养盐、食物以及巨量元素和微量元素等。本实验将环境营养盐作为主要影响因子, 探究其对珊瑚的部分生理影响。由于珊瑚生长环境(水质)中各元素成分复杂, 且各指标间存在可能的协同或拮抗, 单一水质变量的改变容易影响其他指标而导致无法准确控制和测量。本研究使用较为稳定的三组维生系统水体(较长运行时间的珊瑚缸)进行实验, 将水体内光照、温度、盐度、pH、KH和巨量元素等差异控制在最小范围, 但水体菌群和营养盐两个变量在本实验中仍然无法分离, 单一环境变量对珊瑚共生微生物的影响实验有待在后续进阶实验中开展。此外, 为营造具有不同营养盐范围且水质稳定的珊瑚饲养环境, 不同实验缸所设置的其他饲养生物有所异同(表1), 且所选生物对实验珊瑚的触碰影响较小, 因此认为饲养生物仅对水体菌群方面有一定影响。
本实验中, 所有珊瑚未出现死亡情况, 各组触手伸展活力无显著差异, 认为实验所设置的水质指标均满足珊瑚存活条件。软珊瑚通常比石珊瑚更具抗逆性, 本实验中的豆荚软珊瑚断肢在弧菌占据共生细菌主导位后, 珊瑚仍然能够正常存活, 认为豆荚软珊瑚对弧菌种群具有较强的抵抗力和适应性。因此, 在自然水域水体富营养化后, 弧菌可能成为珊瑚共生细菌中暴发增殖的优势种群, 可作为潜在病原体防治对象用以深入研究, 该发现有助于为野生珊瑚群体的保育策略提供一定的借鉴。

4 结论

本研究构建了不同水质条件下豆荚软珊瑚个体的饲养实验, 通过高通量测序技术比较分析珊瑚共生藻、水体细菌和珊瑚共生细菌的群落结构变化特征。结果表明, 营养盐变化能够影响豆荚软珊瑚共生藻和共生细菌的种群结构, 其中共生细菌群落结构的改变更为显著; 相较于环境水体细菌, 环境营养盐的变动对该珊瑚共生细菌群落结构的影响更为明显; 水体细菌与珊瑚共生细菌的优势种群具有相对独立性; 该属珊瑚对共生细菌弧菌具有较强的适应性。

References

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[1]
BAKER D M, ANDRAS J P, JORDÁN-GARZA A G, et al, 2013. Nitrate competition in a coral symbiosis varies with temperature among Symbiodinium clades[J]. The ISME Journal, 7(6): 1248-1251.

[2]
BANIN E, KHARE S K, NAIDER F, et al, 2001. Proline-rich peptide from the coral pathogen Vibrio shiloi that inhibits photosynthesis of Zooxanthellae[J]. Applied and Environmental Microbiology, 67(4): 1536-1541.

[3]
BAROTT K L, RODRIGUEZ-BRITO B, JANOUŠKOVEC J, et al, 2011. Microbial diversity associated with four functional groups of benthic reef algae and the reef-building coral Montastraea annularis[J]. Environmental Microbiology, 13(5): 1192-1204.

[4]
BAWAKID N O, ALORFI H S, ALQARNI N M, et al, 2023. Cembranoids from the Red Sea soft coral Sarcophyton glaucum protect against indomethacin-induced gastric injury[J]. Naunyn-Schmiedeberg’s Archives of Pharmacology, 396(2): 289-300.

[5]
BEN-HAIM Y, THOMPSON F L, THOMPSON C C, et al, 2003. Vibrio coralliilyticus sp. nov., a temperature-dependent pathogen of the coral Pocillopora damicornis[J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 53(Pt 1): 309-315.

[6]
BERKELMANS R, VAN OPPEN M J H, 2006. The role of zooxanthellae in the thermal tolerance of corals: a ‘nugget of hope’ for coral reefs in an era of climate change[J]. Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences, 273(1599): 2305-2312.

[7]
CHENG S Y, WANG S K, DUH C Y, 2014. Secocrassumol, a seco-cembranoid from the Dongsha Atoll soft coral Lobophytum crassum[J]. Marine Drugs, 12(12): 6028-6037.

[8]
COLEMAN A W, SUAREZ A, GOFF L J, 1994. Molecular delineation of species and syngens in volvocacean green algae (Chlorophyta)[J]. Journal of Phycology, 30(1): 80-90.

[9]
ENRÍQUEZ S, MÉNDEZ E R, HOEGH-GULDBERG O, et al, 2017. Key functional role of the optical properties of coral skeletons in coral ecology and evolution[J]. Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences, 284(1853): 20161667.

[10]
FARMER J J, HICKMAN-BRENNER F W, 2021. The genera Vibrio and Photobacterium[M]// DWORKIN M, FALKOW S, ROSENBERG E, et al. The Prokaryotes. New York: Springer: 508-563.

[11]
FRANYOTO Y D, MASDUQI A F, MUCHLISIN S, et al, 2019. Bacterial symbionts of soft coral Lobophytum sp. from Panjang island, Jepara, Indonesia with antimicrobial MDR TB potency[J]. Journal of Tropical Pharmacy and Chemistry, 4(5): 194-202.

[12]
GLASL B, HERNDL G J, FRADE P R, 2016. The microbiome of coral surface mucus has a key role in mediating holobiont health and survival upon disturbance[J]. The ISME Journal, 10(9): 2280-2292.

[13]
KAMADA T, ZANIL I I, PHAN C S, et al, 2018. A new cembrane, from soft coral genus Sarcophyton in Borneo[J]. Natural Product Communications, 13(2): 123-124.

[14]
KANIEWSKA P, MAGNUSSON S H, ANTHONY K R N, et al, 2011. Importance of macro-versus microstructure in modulating light levels inside coral colonies[J]. Journal of Phycology, 47(4): 846-860.

[15]
KELLY L W, WILLIAMS G J, BAROTT K L, et al, 2014. Local genomic adaptation of coral reef-associated microbiomes to gradients of natural variability and anthropogenic stressors[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 111(28): 10227-10232.

DOI PMID

[16]
LA RIVIÈRE M, ROUMAGNAC M, GARRABOU J, et al, 2013. Transient shifts in bacterial communities associated with the temperate gorgonian Paramuricea clavata in the Northwestern Mediterranean Sea[J]. PLoS ONE, 8(2): e57385.

[17]
LAI K H, YOU WANJING, LIN CHICHEN, et al, 2017. Anti-inflammatory cembranoids from the soft coral Lobophytum crassum[J]. Marine Drugs, 15(10): 327.

[18]
LAJEUNESSE T, 2002. Diversity and community structure of symbiotic dinoflagellates from Caribbean coral reefs[J]. Marine Biology, 141(2): 387-400.

[19]
LAJEUNESSE T C, PARKINSON J E, GABRIELSON P W, et al, 2018. Systematic revision of Symbiodiniaceae highlights the antiquity and diversity of coral endosymbionts[J]. Current Biology, 28(16): 2570-2580. e6.

DOI PMID

[20]
LAJEUNESSE T C, TRENCH R K, 2000. Biogeography of two species of Symbiodinium (Freudenthal) inhabiting the intertidal sea Anemone Anthopleura elegantissima (Brandt)[J]. The Biological Bulletin, 199(2): 126-134.

[21]
LEE O O, YANG JIANGKE, BOUGOUFFA S, et al, 2012. Spatial and species variations in bacterial communities associated with corals from the Red Sea as revealed by pyrosequencing[J]. Applied and Environmental Microbiology, 78(20): 7173-7184.

PMID

[22]
LI SHU, YU KEFU, SHI QI, et al, 2008. Interspecies and spatial diversity in the symbiotic zooxanthellae density in corals from northern South China Sea and its relationship to coral reef bleaching[J]. Chinese Science Bulletin, 53(2): 295-303.

[23]
LITTLE A F, VAN OPPEN M J H, WILLIS B L, 2004. Flexibility in algal endosymbioses shapes growth in reef corals[J]. Science, 304(5676): 1492-1494.

PMID

[24]
MACKNIGHT N J, COBLEIGH K, LASSEIGNE D, et al, 2021. Microbial dysbiosis reflects disease resistance in diverse coral species[J]. Communications Biology, 4(1): 679.

DOI PMID

[25]
MATTHÉE G F, KÖNIG G M, WRIGHT A D, 1998. Three new diterpenes from the marine soft coral Lobophytum crassum[J]. Journal of Natural Products, 61(2): 237-240.

[26]
MCCAULEY E P, HALTLI B, CORREA H, et al, 2016. Spatial and temporal investigation of the microbiome of the Caribbean octocoral Erythropodium caribaeorum[J]. FEMS Microbiology Ecology, 92(9): fiw147.

[27]
MOHAMED T A, ABDELMAWGOUD S M, HAMDY A A, et al, 2024. A new cembranoid from the Red Sea soft coral Sarcophyton acutum[J]. Natural Product Research, 38(3): 512-522.

[28]
MOHAMED T A, ELSHAMY A I, ABD EL-RAZEK M H, et al, 2022. Sarcoconvolutums F and G: polyoxygenated cembrane-type diterpenoids from Sarcophyton convolutum, a red sea soft coral[J]. Molecules, 27(18): 5835.

[29]
MOHAMMED-GEBA K, ELSHAARAWY R S, ALIAN A, et al, 2024. Unraveling the Red Sea soft coral Sarcophyton convolutum potentials against oxidative and inflammatory stresses in zebrafish[J]. Fish & Shellfish Immunology, 147: 109442.

[30]
MORENO C, ROMERO J, ESPEJO R T, 2002. Polymorphism in repeated 16S rRNA genes is a common property of type strains and environmental isolates of the genus Vibrio[J]. Microbiology, 148(Pt 4): 1233-1239.

DOI PMID

[31]
NGOC N T, HANH T T H, QUANG T H, et al, 2021. Polyhydroxylated steroids from the Vietnamese soft coral Sarcophyton ehrenbergi[J]. Steroids, 176: 108932.

[32]
PHAN C S, YEE C S, VAIRAPPAN C S, et al, 2019. Sinulaflexiolide P, a cembrane-type diterpenoid from Bornean soft coral Sinularia flexibilis[J]. Chemistry of Natural Compounds, 55(2): 285-288.

[33]
QIN ZHENJUN, YU KEFU, WANG YINGHUI, et al, 2019. Spatial and intergeneric variation in physiological indicators of corals in the South China Sea: insights into their current state and their adaptability to environmental stress[J]. Journal of Geophysical Research: Oceans, 124(5): 3317-3332.

[34]
RESHEF L, KOREN O, LOYA Y, et al, 2006. The coral probiotic hypothesis[J]. Environmental Microbiology, 8(12): 2068-2073.

PMID

[35]
RODRIGUES I G, MIGUEL M G, MNIF W, 2019. A brief review on new naturally occurring cembranoid diterpene derivatives from the soft corals of the genera Sarcophyton, Sinularia, and Lobophytum since 2016[J]. Molecules, 24(4): 781.

[36]
ROHWER F, SEGURITAN V, AZAM F, et al, 2002. Diversity and distribution of coral-associated bacteria[J]. Marine Ecology Progress Series, 243: 1-10.

[37]
ROSENBERG E, KOREN O, RESHEF L, et al, 2007. The role of microorganisms in coral health, disease and evolution[J]. Nature Reviews Microbiology, 5(5): 355-362.

DOI PMID

[38]
ROWAN R, KNOWLTON N, BAKER A, et al, 1997. Landscape ecology of algal symbionts creates variation in episodes of coral bleaching[J]. Nature, 388(6639): 265-269.

[39]
ROY P K, ROY S, UEDA K, 2019. New cytotoxic cembranolides from an Okinawan soft coral, Lobophytum sp.[J]. Fitoterapia, 136: 104162.

[40]
SANTOS S R, TAYLOR D J, COFFROTH M A, 2001. Genetic comparisons of freshly isolated versus cultured symbiotic dinoflagellates: implications for extrapolating to the intact symbiosis[J]. Journal of Phycology, 37(5): 900-912.

[41]
SATO K, ISHIGAMI S, KOIKE M, et al, 2023. New marine diterpenoid from the Okinawan soft coral, Lobophytum sp.[J]. Natural Product Communications, 18(1): 1934578X221075978.

[42]
VAN DE WATER J A J M, VOOLSTRA C R, ROTTIER C, et al, 2018. Seasonal stability in the microbiomes of temperate gorgonians and the red coral Corallium rubrum across the Mediterranean Sea[J]. Microbial Ecology, 75(1): 274-288.

[43]
WANGPRASEURT D, HOLM J B, LARKUM A W D, et al, 2017. In vivo microscale measurements of light and photosynthesis during coral bleaching: evidence for the optical feedback loop?[J]. Frontiers in Microbiology, 8: 59.

[44]
WESSELS W, SPRUNGALA S, WATSON S A, et al, 2017. The microbiome of the octocoral Lobophytum pauciflorum: minor differences between sexes and resilience to short-term stress[J]. FEMS Microbiology Ecology, 93(5): fix013.

[45]
YU XIAOPENG, YU KEFU, HUANG WEN, et al, 2020. Thermal acclimation increases heat tolerance of the scleractinian coral Acropora pruinosa[J]. Science of The Total Environment, 733: 139319.

[46]
ZHU WENTAO, LIU XIANGBO, ZHU MING, et al, 2022. Responses of Symbiodiniaceae shuffling and microbial community assembly in thermally stressed Acropora hyacinthus[J]. Frontiers in Microbiology, 13: 832081.

[47]
ZIEGLER M, ARIF C, BURT J A, et al, 2017. Biogeography and molecular diversity of coral symbionts in the genus Symbiodinium around the Arabian Peninsula[J]. Journal of Biogeography, 44(3): 674-686.

[48]
ZIEGLER M, EGUÍLUZ V M, DUARTE C M, et al, 2018. Rare symbionts may contribute to the resilience of coral-algal assemblages[J]. The ISME Journal, 12(1): 161-172.

[49]
ZIEGLER M, ROIK A, PORTER A, et al, 2016. Coral microbial community dynamics in response to anthropogenic impacts near a major city in the central Red Sea[J]. Marine Pollution Bulletin, 105(2): 629-640.

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