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Journal of Tropical Oceanography >

2020 , Vol. 39 >Issue 1: 66 - 73

DOI: https://doi.org/10.11978/2019021

Marine Biology

Dynamic characteristics of microtubule-dependent transport of Singapore Grouper Iridovirus in host cells

  • WANG Liqun 1, 2 ,
  • WANG Shaowen 3 ,
  • WANG Hongda 4 ,
  • QIN Qiwei , 3
Expand
  • 1. Key Laboratory of Tropical Marine Bio-resources and Ecology, South China Sea Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Guangzhou 510301, China
  • 2. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China
  • 3. College of Marine Sciences, South China Agricultural University, Guangzhou 510642
  • 4. State Key Laboratory of Electroanalytical Chemistry, Changchun Institute of Applied Chemistry Chinese Academy of Sciences, Chinese Academy of Sciences, Changchun 130022, China
QIN Qiwei. E-mail:

Received date: 2019-03-03

  Request revised date: 2019-04-22

  Online published: 2020-01-09

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National Natural Science Foundation of China(21721003)

National Natural Science Foundation of China(21525314)

Copyright

Copyright reserved © 2020. Office of Acta Agronomica Sinica All articles published represent the opinions of the authors, and do not reflect the official policy of the Chinese Medical Association or the Editorial Board, unless this is clearly specified.
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Abstract

Viruses are tiny intracellular parasites and rely on the cellular machinery for replication. Usually, internalized viruses hijack the microtubule for effectively moving from cell membrane to specific compartments for replication. However, the elaborate process of microtubule-dependent transport of viruses in live cells remains unclear. Singapore grouper iridovirus (SGIV) belongs to genus Ranavirus, family Iridoviridae, which is an important viral pathogens marine fish, and causes serious economic losses. In this study, different microtubule-dependent behaviors of SGIV were analyzed by the single-particle tracking technique. We found that some SGIV particles showed bi-directional and active motions from cell periphery to the microtubule organizing center (MTOC), with the highest speed reaching 0.2μm·s-1. When reaching the microtubule intersection, SGIV particles slowed down. Then, some virus was confined near the intersection, with an average speed of 0.008 μm·s-1. Other virus moved forward through the intersection, with a high speed of 0.2μm·s-1 again. In addition, SGIV infection could affect the morphology. The microtubule gradually formed a circular structure around the nucleus and viral factory during SGIV infection. These preliminary results reveal the complex interaction between SGIV and microtubule, further our understanding of intracellular activity of iridoviruses, and contribute to our understanding of the pathogenesis of iridoviruses infection.

Key words： Singapore grouper iridovirus (SGIV); single-particle tracking technology; microtubule; virus transport

Cite this article

WANG Liqun , WANG Shaowen , WANG Hongda , QIN Qiwei . Dynamic characteristics of microtubule-dependent transport of Singapore Grouper Iridovirus in host cells[J]. Journal of Tropical Oceanography, 2020 , 39(1) : 66 -73 . DOI: 10.11978/2019021

病毒个体微小, 结构简单, 通常由一层蛋白质外壳包裹DNA或RNA组成, 必须借助宿主细胞才能完成自身的各项生命活动。病毒进入宿主后, 需要从细胞边缘到达细胞内特定位点才能启动复制。然而, 细胞内部是一个极端拥挤、高黏度的环境, 充满密集排列的细胞器、大分子物质和细胞骨架, 只有小于500kDa的物质才能在细胞质中自由扩散(Luby-Phelps, 1999)。若病毒粒子单纯进行自由扩散, 将很难从细胞边缘通过黏滞的细胞质到达目的地; 因此, 只有通过一定的运输体系, 病毒的胞内运动才能具有足够的目的性与方向性。近年来, 已有很多研究显示非洲猪瘟病毒(African swine fever virus, ASFV)、腺病毒(adenovirus, ADV)、流感病毒(influenza virus)等多种病毒利用微管进行运动 (Greber et al, 2006)。
微管广泛存在于各类真核细胞中, 以靠近细胞膜的一端为“+”端, 以靠近核周的微管组织中心为“-”端, 向外周辐射分布(Dammermann et al, 2003)。微管为运输物质提供轨道并影响运动方向, 运输动力则来自两类分子马达, 驱动蛋白和动力蛋白(Döhner et al, 2005)。因此, 微管如同细胞内部的高速公路, 可快速运输细胞内的大分子物质(Spudich, 1994)。尽管部分病毒如脊髓灰质炎病毒(poliovirus, PV)和乙肝病毒表面抗原(hepatitis B virus-like vesicle, HbsAg)仅依赖微丝运动(Vaughan et al, 2009; Hao et al, 2011), 但是很多病毒依赖微管进行胞内运动(Sodeik, 2000)。在感染ADV的细胞中能够观察到病毒粒子与微管共定位(Greber et al, 2006)。然而, 早期有关病毒侵染机制的研究多依赖电子显微镜和传统的生物化学分析, 无法观察活细胞内的病毒运动状态, 存在一定的局限性。近年来快速发展的单粒子示踪技术使我们能够以较高的时间、空间分辨率实时追踪活细胞中单个病毒粒子的精细运动过程(Ruthardt et al, 2011; Sun et al, 2013)。单纯疱疹病毒(herpes simple virus, HSV)、流感病毒、猿猴空泡病毒(Simian virus 40, SV40)、艾滋病病毒(human immunodeficiency virus, HIV)、塞姆利基森林病毒(Semliki forest virus, SFV)和手足口病毒(foot and mouth disease virus, FMDV)等病毒粒子能以数微米每秒的速度沿微管运输(Sodeik et al, 1997; Pelkmans et al, 2001; McDonald et al, 2002; Vonderheit et al, 2005; Martín-Acebes et al, 2011; Arhel et al, 2006; Lakadamyali et al, 2003)。病毒和宿主在长期的进化过程中相互作用影响, 病毒依赖微管进行复制, 同时也会改变微管的形态结构来促进自身的复制(陈炜 等, 2005; Ploubidou et al, 2000)。
虹彩病毒属于核质型大分子DNA病毒(nuclear cytoplasmic large DNA virus, NCLDV), 宿主范围广, 对水产养殖业和生物多样性具有严重威胁(Chinchar et al, 2011, 2014)。石斑鱼虹彩病毒(Singapore grouper iridovirus, SGIV)是从养殖石斑鱼中分离出的一种高致病性的、新的虹彩病毒(Qin et al, 2001, 2003), 严重危害海水养殖业的健康发展。在前期研究中, 我们已经利用单粒子示踪技术揭示了SGIV通过网格蛋白介导的内吞(clathrin-mediated endocytosis, CME)和巨胞饮(macropinocytosis)两种方式进入宿主细胞, 同时观察到进入细胞内的病毒粒子与微丝、微管存在明显共定位, 且依赖微丝、微管进行胞内运动(Wang et al, 2014)。然而, 有关SGIV沿微管运动的精细动态研究尚少。微管的复杂结构会导致SGIV沿微管的运动呈现哪些方式?SGIV感染对微管结构是否有影响?因此, 本研究利用单粒子示踪技术实时记录了SGIV沿微管运动的动态过程, 分析了微管与病毒在胞内的不同运动行为, 同时探讨了SGIV与宿主细胞相互作用过程中微管的变化, 以期从新的角度分析微管骨架在虹彩病毒感染中的作用, 从而进一步揭示虹彩病毒的致病机理, 发展更多的抗病毒策略。

1 方法

1.1 细胞系与病毒

石斑鱼脾(grouper spleen, GS)细胞(Huang et al, 2009)培养在含10%胎牛血清(fetal bovine serum, FBS)的Leibovitz’L-15培养基中, 放置于28℃培养箱中培养。本实验所用GS细胞传代至150代左右。
SGIV为本实验室最初从患病石斑鱼中分离获得, 在GS细胞中增殖, -80℃中保存(Qin et al, 2001)。

1.2 病毒纯化与荧光标记

病毒纯化根据已发表的文献进行(Qin et al, 2002), 简述如下。SGIV按感染复数(multiplicity of infection, MOI)约为0.1的量接种于铺满的单层GS细胞。当细胞病变充分后, 收集这些细胞, 反复冻融, 于11441r·min-1离心30min后收集上清, 而后于29600r·min-1离心1h, 弃上清, 收集病毒沉淀, 用TN缓冲液(50mmol·L-1 Tris-HCl, 150mmol·L-1 NaCl, pH 7.5)重悬, 进行蔗糖梯度(30%、40%、50%、60%)离心。用移液器收集50%~60%蔗糖梯度层的目的条带至新的离心管中, 用TN缓冲液稀释, 24100r·min-1离心1h, 弃去上清, 用TN缓冲液重悬沉淀, 保存于-80℃待用。纯化得到的SGIV用Cy5进行荧光标记, 室温结合2h, 而后在4℃于12358r·min-1离心1h, 弃上清, 去除未结合的染料, 用磷酸缓冲盐溶液(phosphate- buffered saline, PBS, pH 7.4)重悬沉淀并保存于4℃待用。另外荧光标记的病毒通过0.2μm孔径过滤器去除团聚的SGIV颗粒。

1.3 细胞转染

GS细胞接种密度达到70%后, 使用Lipo2000进行转染, 将1~2μg质粒和2~4μL转染试剂(Lipo2000)混匀后, 加入细胞中继续培养。本实验所用质粒pEGFP-tub保存于本实验室。

1.4 单粒子成像技术分析病毒依赖微管的运动

使用Leica TCS SP2激光共聚焦显微镜获得荧光标记的细胞和病毒的图像。Cy5标记的SGIV病毒粒子被633nm的He/Ne激光器激发, 绿色荧光蛋白(enhanced green fluorescent protein, EGFP)用488nm的Ar/Kr激光器激发。收集的荧光波段分别为650~680和500~530nm。物镜用数值孔径为1.40的100倍油浸物镜。实时追踪SGIV进入GS细胞始终是在28℃下进行的, 使用双色活细胞成像, 以数秒每帧的速度获得一系列荧光图像。SGIV与不同细胞结构的共定位及SGIV的运动是由图像分析软件Image-Pro Plus 6.0和编写的Matlab处理。

1.5 免疫荧光显微镜技术

细胞样品于4%多聚甲醛固定, 而后用冰冻无水乙醇20℃透化, PBS清洗; 2%牛血清白蛋白(bovine serum albumin, BSA)室温封闭; α-微管抗体室温孵育; FITC-羊抗鼠-IgG二抗室温孵育。1μg·mL-1 4',6-二脒基-2-苯基吲哚(4',6-diamidino-2- phenylindole, DAPI)室温染色后置于共聚焦显微镜下观察。

2 结果

2.1 SGIV依赖于微管的双向运输

通常, 在病毒感染早期阶段, 病毒粒子大多从细胞膜向细胞核附近运动, 即病毒到达复制位点。利用单粒子示踪技术, 我们实时观察到单个病毒粒子从细胞边缘向微管组织中心(microtubule organizing center, MTOC)快速运输(图1a), 并提取其运动轨迹(图1c), 计算其最大瞬时速率约0.2μm·s-1(图1e)。平均平方位移(mean square displacement, MSD)与时间间隔的关系曲线则进一步表明此病毒粒子的运动符合主动运输模式, 并且其扩散系数及拟合速度分别是0.15μm2·s-1和0.04μm·s-1(图1g), 这与文献报道的依赖于微管的病毒运动参数相一致。同时, 我们还观察到有些病毒粒子从MTOC向细胞膜方向运输(图1b), 提取其运动轨迹(图1d), 计算其最大瞬时速率约0.1μm·s-1(图1f)。MSD与时间间隔的关系曲线亦表明此病毒粒子为主动运输, 其扩散系数及拟合速度分别是0.001μm2·s-1和0.034μm·s-1(图1h)。
图1 SGIV沿微管的双向运动

a. SGIV沿微管从细胞膜向MTOC运输的共聚焦图像; b. SGIV沿微管从MTOC向细胞膜运输的共聚焦图像。箭头指示正在沿微管运动的病毒粒子, 圆圈所示为MTOC。c. 图a和b所示病毒粒子的运动轨迹。d. 图a和b所示病毒粒子的瞬时运动速率。e. 图a和b图所示病毒粒子的MSD图; 图中红色曲线是公式LMSD=4Dt+(Vt)2的拟合, 其中LMSD是平均平方位移距离, D和V分别是扩散系数和拟合速度, t为时间; 黑色曲线是病毒粒子不同时间间隔的MSD数据

Fig. 1 Single virus moved bi-directionally along microtubule.

a) Confocal images of single virus moved from cell membrane to MTOC along microtubules. Scale bar is 10 μm. The arrow indicates the virus particle moving on microtubule. The circle indicates MTOC. b) Confocal images of single virus moved from MTOC to cell membrane along microtubules. The arrow indicates the virus particle moving on microtubule. The circle indicates MTOC. c) The trajectory of the virus particle shown in (a) and (b). d) The instantaneous speed of the virus particle shown in (a) and (b). e) The MSD-time plots of the virus particle shown in (a) and (b). The red lines are fitted to the equation LMSD=4Dt+(Vt)2 (LMSD is the average square displacement distance, D and V are the diffusion efficient and mean speed of the particles, respectively). The black lines indicate the MSD data.

2.2 SGIV在微管交叉处的运动

微管在细胞内的分布是复杂且不均匀的, 这可能导致颗粒在细胞内运动的复杂性。当SGIV病毒粒子运动至微管交叉处时, 我们观察到病毒在微管交叉处运动减慢, 而后病毒粒子表现为两种不同的运动行为: 1)病毒通过微管交叉继续向前运动(图2a); 2）病毒在微管交叉处进行受限运动(图3a)。
图2 SGIV在微管交叉位置减速后继续运动

a. SGIV在微管交叉位置减速后继续运动的共聚焦图像, 箭头指示沿微管运动的病毒粒子。b. 图a所示病毒粒子的运动轨迹。c. 图a所示病毒粒子的瞬时运动速率。d. 图a所示病毒粒子的MSD图

Fig. 2 Single virus decelerated near the intersection of microtubules and moved along the microtubule sequentially.

a) Confocal images of single virus limited at an intersection of microtubules. The arrow indicates the virus particle moving on microtubule; b) the trajectory of the virus particle shown in (a); c) the instantaneous speed of the virus particle shown in (a); and d) the MSD-time plots of the virus particle shown in (a)

图3 SGIV在微管交叉处进行受限运动

a. 单个SGIV病毒粒子在微管交叉处进行受限运动的共聚焦图像, 箭头指示沿微管运动的病毒粒子。b. 图a所示病毒粒子的运动轨迹。c. 图a所示病毒粒子的瞬时运动速率。d. 图a所示病毒粒子的MSD图

Fig. 3 Single virus limited at the intersection of microtubules.

a) Confocal images of single virus limited at an intersection of microtubules. The arrow indicates the virus particle moving on microtubule; b) the trajectory of the virus particle shown in (a); c) the instantaneous speed of the virus particle shown in (a); and d) the MSD-time plots of the virus particle shown in (a)

定量分析SGIV病毒粒子的第一种运动行为, 提取其运动轨迹(图2b), 病毒在运动至微管交叉位置时会发生减速迂回, 瞬时速率从0.2μm·s-1降低至0.009μm·s-1, 而后重新开始快速运动, 最大瞬时速率为0.2μm·s-1(图2c)。同时, 由于微管交叉的影响, SGIV病毒粒子整个运动过程的MSD与时间间隔的关系曲线出现异常, 无法进行运动模式的区分(图2d)。定量分析SGIV病毒粒子的第二种运动行为,提取其运动轨迹(图3b),其最大运动速率约0.1μm·s-1, 遇到微管交叉时速率降低且持续处于低速率运动状态, 平均速率约0.008μm·s-1, 明显处于受限运动状态, 且无法对运动模式进行区分(图3c、d)。

2.3 SGIV与微管骨架形态

在前期研究中已证实SGIV感染依赖微管, 那么SGIV感染是否影响微管形态呢?GS细胞与Cy5标记的SGIV粒子在28℃孵育2h、5h和7h, 4 %多聚甲醛固定, α-tubulin抗体标记微管。
在未感染SGIV的细胞中, 微管在细胞核附近形成星形的MTOC, 由此处向四周呈辐射状分布(图4)。而在感染SGIV后, 微管逐渐围绕核形成环状结构, 感染时间越长, 微管的环状结构越明显(图4)。此外, 在感染晚期, 我们观察到病毒加工厂周围亦有微管紧密环绕(图4)。
图4 SGIV感染后细胞微管形态的改变

图中箭头所示为病毒加工厂

Fig. 4 The morphology of microtubule altered by SGIV.

The arrow indicates viral factory

3 讨论

在病毒与宿主的长期进化过程中, 病毒巧妙利用宿主资源完成自身复制。进入宿主细胞的病毒粒子又面临如何从细胞膜运动到复制位点这一难题。因为细胞质是一个极端拥挤的环境, 充满了各种细胞器和细胞骨架, 利用微管在细胞内运输是病毒应对这一难题的普遍选择。探究病毒在细胞内的运输机制对于深入理解病毒的致病机理及发展抗病毒新策略具有重要意义。
微管本身的复杂结构和动态变化, 使得病毒沿微管的运动复杂多样。Lakadamyali等(2003)报道流感病毒在细胞内的运动可被分为3个阶段: 首先流感病毒粒子在细胞膜内边缘区域依赖微丝运动, 随后快速地由动力蛋白介导沿着微管向近细胞核区域
运动, 最后在近核区沿着微管进行双向的往复运动。Liu等(2014)报道了流感病毒受微管交叉位置影响所表现出的更为复杂的运动。SGIV病毒粒子沿微管运动的不同状态可能是由于介导病毒运动的动力蛋白和驱动蛋白竞争性结合所导致, 最高瞬时速率约为0.2μm·s-1。不同病毒粒子在微管上的运动速率不尽相同, 大约在0.2~4μm·s-1的范围内(Döhner et al, 2005)。流感病毒、ADV-5沿微管运动的速率约为2μm·s-1(Leopold et al, 2000; Lakadamyali et al, 2003; Liu et al, 2014), 传染性造血组织坏死病病毒(infectious hematopoietic necrosis virus, IHNV)和丙型肝炎病毒(hepatitis C virus, HCV)的运动速率约为0.8μm·s-1(Sampaio et al, 2005)。此外, 病毒不仅可以借助微管从细胞膜向细胞核区域运动, 而且可以利用微管从核周区域向细胞边缘运动, 如ASFV依赖微管从核周区域的病毒加工厂运输到细胞膜边缘(Jouvenet et al, 2004)。牛痘病毒(Vaccinia virus, VV)的转运和释放需要微管的参与, 并且VV沿微管从病毒加工厂到细胞膜边缘运动是一个双向和反复的过程, 最大运动速率可达到3μm·s-1(Ward, 2005)。
细胞中的微管处于聚合和解聚的动态平衡当中, 彼此之间可能相互连接交叉, 进一步加剧了病毒运动的复杂性。同一病毒在微管不同区域的运动模式和速率也存在明显差异。SGIV病毒粒子在微管交叉处运动的复杂性与流感病毒在微管交叉位置的运动形式相似(Liu et al, 2014)。在同一细胞中, 病毒粒子可能同时存在多样的运动方式, 使我们分析病毒在细胞内的运动更为复杂。
病毒和微管之间的作用是相互的, 微管本身的结构会影响病毒运动, 反之病毒也会影响微管的形态。许多病毒的感染进程会涉及微管结构重排(Ploubidou et al, 2000;陈炜 等, 2005)。在本研究中, 随着病毒感染进程的增加, 微管逐渐形成围绕细胞核的环状结构。在登革病毒(dengue virus, DENV)感染中也观察到微管会形成围绕核的环状结构(陈炜 等, 2005)。微管形态的改变可能更有益于病毒自身的运输、复制等。有研究者认为, 病毒感染后细胞微管的变化是由于病毒复制, 这种破坏可能克服了由动力蛋白介导的微管“+”端向“-”端的运输, 使病毒更容易向周边运输(陈炜 等, 2005)。此外, 在感染晚期, 还能明显地观察到病毒加工厂周围有微管环绕, 这可能和病毒加工厂这一特殊区域的形成和稳定有关。
基于单粒子示踪技术, 本研究的结果初步揭示了病毒与微管相互作用的精细过程。然而, 病毒通过何种机制与微管相互作用?动力蛋白和驱动蛋白介导病毒运动的机制如何?微管怎样影响病毒加工厂?对这一系列问题的回答还需进一步的探索。

References

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[1]
陈炜, 王嘉丽, 彭涛 , 等, 2005. 微管骨架在登革病毒感染ECV304细胞中作用的初步研究[J]. 第三军医大学学报, 27(7):628-631.

CHEN WEI, WANG JIALI, PENG TAO , et al, 2005. Role of microtubules in dengue virus infection of ECV304 cell line[J]. Acta Academiae Medicinae Militaris Tertiae, 27(7):628-631 (in Chinese with English abstract).

[2]
ARHEL N, GENOVESIO A, KIM K A , et al, 2006. Quantitative four-dimensional tracking of cytoplasmic and nuclear HIV-1 complexes[J]. Nature Methods, 3(10):817-824.

DOI PMID

[3]
CHINCHAR V G, YU K H, JANCOVICH J K , 2011. The molecular biology of frog virus 3 and other iridoviruses infecting cold-blooded vertebrates[J]. Viruses, 3(10):1959-1985.

DOI PMID

[4]
CHINCHAR V G, WALTZEK T B , 2014. Ranaviruses: not just for frogs[J]. PLoS Pathogens, 10(1):e1003850.

DOI PMID

[5]
DAMMERMANN A, DESAI A, OEGEMA K , 2003. The minus end in sight[J]. Current Biology, 13(15):R614-R624.

DOI PMID

[6]
DÖHNER K, NAGEL C H, SODEIK B , 2005. Viral stop-and-go along microtubules: taking a ride with dynein and kinesins[J]. Trends in Microbiology, 13(7):320-327.

DOI PMID

[7]
GREBER U F, WAY M , 2006. A superhighway to virus infection[J]. Cell, 124(4):741-754.

DOI PMID

[8]
HAO XIAN, SHANG XIN, WU JIAZHEN , et al, 2011. Single-particle tracking of hepatitis B virus-like vesicle entry into cells[J]. Small, 7(9):1212-1218.

DOI

[9]
HUANG XIAOHONG, HUANG YOUHUA, SUN JINGJING , et al, 2009. Characterization of two grouper Epinephelus akaara cell lines: Application to studies of Singapore grouper iridovirus (SGIV) propagation and virus-host interaction[J]. Aquaculture, 292(3-4):172-179.

DOI

[10]
JOUVENET N, MONAGHAN P, WAY M , et al, 2004. Transport of African swine fever virus from assembly sites to the plasma membrane is dependent on microtubules and conventional kinesin[J]. Journal of Virology, 78(15):7990-8001.

DOI PMID

[11]
LAKADAMYALI M, RUST M J, BABCOCK H P , et al, 2003. Visualizing infection of individual influenza viruses[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 100(16):9280-9285.

DOI PMID

[12]
LEOPOLD P L, KREITZER G, MIYAZAWA N , et al, 2000. Dynein- and microtubule-mediated translocation of adenovirus serotype 5 occurs after endosomal lysis[J]. Human Gene Therapy, 11(1):151-165.

DOI PMID

[13]
LIU SHULIN, ZHANG LIJUAN, WANG ZHIGANG , et al, 2014. Globally visualizing the microtubule-dependent transport behaviors of influenza virus in live cells[J]. Analytical Chemistry, 86(8):3902-3908.

DOI

[14]
LUBY-PHELPS K , 1999. Cytoarchitecture and physical properties of cytoplasm: volume, viscosity, diffusion, intracellular surface area[J]. International Review of Cytology, 192:189-221.

DOI PMID

[15]
MARTÍN-ACEBES M A, VÁZQUEZ-CALVO A, GONZÁLEZ- MAGALDI M , et al, 2011. Foot-and-mouth disease virus particles inactivated with binary ethylenimine are efficiently internalized into cultured cells[J]. Vaccine, 29(52):9655-9662.

DOI

[16]
MCDONALD D, VODICKA M A, LUCERO G , et al, 2002. Visualization of the intracellular behavior of HIV in living cells[J]. Journal of Cell Biology, 159(3):441-452.

DOI PMID

[17]
PELKMANS L, KARTENBECK J, HELENIUS A , 2001. Caveolar endocytosis of simian virus 40 reveals a new two-step vesicular-transport pathway to the ER[J]. Nature Cell Biology, 3(5):473-483.

DOI PMID

[18]
PLOUBIDOU A, MOREAU V, ASHMAN K , et al, 2000. Vaccinia virus infection disrupts microtubule organization and centrosome function[J]. EMBO Journal, 19(15):3932-3944.

DOI PMID

[19]
QIN Q W, LAM T J, SIN Y M , et al, 2001. Electron microscopic observations of a marine fish iridovirus isolated from brown-spotted grouper, Epinephelus tauvina[J]. Journal of Virological Methods, 98(1):17-24.

DOI PMID

[20]
QIN QIWEI, SHI CHENGYIN, GIN K Y H , et al, 2002. Antigenic characterization of a marine fish iridovirus from grouper, Epinephelus spp[J]. Journal of Virological Methods, 106(1):89-96.

DOI PMID

[21]
QIN Q W, CHANG S F, NGOH-LIM G H , et al, 2003. Characterization of a novel ranavirus isolated from grouper Epinephelus tauvina[J]. Diseases of Aquatic Organisms, 53(1):1-9.

DOI PMID

[22]
RUTHARDT N, LAMB D C, BRÄUCHLE C , 2011. Single-particle tracking as a quantitative microscopy-based approach to unravel cell entry mechanisms of viruses and pharmaceutical nanoparticles[J]. Molecular Therapy, 19(7):1199-1211.

DOI

[23]
SAMPAIO K L, CAVIGNAC Y, STIERHOF Y D , et al, 2005. Human cytomegalovirus labeled with green fluorescent protein for live analysis of intracellular particle movements[J]. Journal of Virology, 79(5):2754-2767.

DOI PMID

[24]
SODEIK B, EBERSOLD M W, HELENIUS A , 1997. Microtubule-mediated transport of incoming herpes simplex virus 1 capsids to the nucleus[J]. Journal of Cell Biology, 136(5):1007-1021.

DOI PMID

[25]
SODEIK B , 2000. Mechanisms of viral transport in the cytoplasm[J]. Trends in Microbiology, 8(10):465-472.

DOI PMID

[26]
SPUDICH J A , 1994. How molecular motors work[J]. Nature, 372(6506):515-518.

DOI PMID

[27]
SUN E, HE JIANG, ZHUANG XIAOWEI , 2013. Live cell imaging of viral entry[J]. Current Opinion in Virology, 3(1):34-43.

DOI

[28]
VAUGHAN J C, BRANDENBURG B, HOGLE J M , et al, 2009. Rapid actin-dependent viral motility in live cells[J]. Biophysical Journal, 97(6):1647-1656.

DOI

[29]
VONDERHEIT A, HELENIUS A , 2005. Rab7 associates with early endosomes to mediate sorting and transport of semliki forest virus to late endosomes[J]. PLoS Biology, 3(7):e233.

DOI PMID

[30]
WANG SHAOWEN, HUANG XIAOHONG, HUANG YOUHUA , et al, 2014. Entry of a novel marine DNA virus, Singapore grouper iridovirus, into host cells occurs via clathrin-mediated endocytosis and macropinocytosis in a pH-dependent manner[J]. Journal of Virology, 88(22):13047-13063.

DOI

[31]
WARD B M , 2005. Visualization and characterization of the intracellular movement of vaccinia virus intracellular mature virions[J]. Journal of Virology, 79(8):4755-4763.

DOI PMID

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